Töö 8. Valgu kvantitatiivne määramine vereseerumis

4. Kompleksvalkude koostis ja omadused

Töö 9. Hemproteiinide keemiline olemus

Töö 10. Glükoproteiinide süsivesikute komponendi tuvastamine

Töö 11. Kvalitatiivsed reaktsioonid fosfoproteiinidele

Töö 12. Sialhapete sisalduse kvantitatiivne määramine vereseerumis Hessi meetodil

Töö 13. Nukleoproteiinide keemiline olemus

Nukleiinhapped

1. Nukleiinhapete keemilise olemuse uurimine

Töö 14. Kvalitatiivsed reaktsioonid nukleiinhappekomponentidele

Kvantitatiivsed meetodid nukleiinhapete määramiseks

Töö 15. Spektrofotomeetriline meetod nukleiinhapete kvantitatiivseks määramiseks vastavalt A.S

Töö 16. Fotokolorimeetrilised meetodid nukleiinhapete kvantitatiivseks määramiseks

Töö 17. Fosfolipiidide uuring

Töö 18. Kvalitatiivsed reaktsioonid steroididele

Ensüümid

Ensüümide ja mittebioloogiliste katalüsaatorite võrdlev toime

Töö 19. Sülje α-amülaasi ja vesinikkloriidhappe mõju võrdlus tärklise hüdrolüüsi reaktsioonile

2. Erinevatesse klassidesse kuuluvate ensüümide tuvastamine

Töö 20. Oksidoreduktaaside tuvastamine bioloogilises materjalis

Töö 21. Koliinesteraasi tuvastamine

Vereseerumis Herzfeldi ja Stumpfi ekspressmeetodil

Töö 22. Fruktoos-1,6-bisfosfaadi aldolaasi aktiivsuse määramine vereseerumis vastavalt V.I. Tovarnitsky ja E.N

Kalibreerimisgraafiku koostamine

Töö 23. Glükoosfosfaadi isomeraasi määramine

Vereseerumis

3. Ensüümide kineetiliste omaduste uurimine

Töö 24. Ensümaatiliste reaktsioonide kineetika sülje α-amülaasi näitel

4. Ensüümi toime spetsiifilisus

Töö 25. Substraadi absoluutse spetsiifilisuse demonstreerimine

5. Ensüümi aktiivsuse modifikaatorid

Töö 27. Sülje α-amülaasi aktivaatorid ja inhibiitorid

Lihaskude

Töö 29. Verekatalaasi mittekonkureeriv inhibeerimine

6. Ensüümide aktiivsuse kvantitatiivne määramine

Töö 30. Ravimi laktaatdehüdrogenaasi aktiivsuse kvantitatiivne uuring Kornbergi järgi

Töö 31. Fotokolorimeetriline meetod laktaatdehüdrogenaasi aktiivsuse uurimiseks vereseerumis Seveli ja Tovareki järgi

Töö 32. Aluselise fosfataasi aktiivsuse määramine vereseerumis Bodansky järgi

7. Isoensüümide uurimine

Töö 33. Seerumi laktaatdehüdrogenaasi isoensüümide eraldamine polüakrüülamiidgeelelektroforeesi abil vastavalt Dietzi ja Lubrano järgi

Töö 34. γ-glutamüültransferaasi aktiivsuse määramine vereseerumis

Seedimise biokeemia

Töö 35. Maomahla happeliste komponentide uurimine

Töö 36. Maomahla happesuse määramine Acidotest diagnostikakomplekti abil

Töö 37. Valkude hüdrolüüs seedekulgla ensüümide toimel

Töö 38. Triatsüülglütseroolide hüdrolüüsi dünaamika uurimine pankrease lipaasi mõjul

Energia metabolism (bioenergia)

1. Loomsete kudede bioloogiliste oksüdatsiooniprotsesside uurimine Töö 39. Tsütokroomoksüdaasi tuvastamine lihaskoes

Töö 40. Oksüdatiivse fosforüülimise protsessi demonstreerimine ja lahtisidestajate mõju sellele

Töö 41. Glükolüüsi tuvastamine lihaskoes

Töö 42. Adeniini nukleotiidide analüüs ioonvahetusõhekihikromatograafiaga

Töö 43. Kreatiinfosfokinaasi aktiivsuse määramine vereseerumis Ennori ja Rosenbergi järgi

Fotosünteetiliste organismide pigmentide ja oksüdatiivsete protsesside analüüs

Töö 44. Kvalitatiivsed reaktsioonid taimsetele pigmentidele

Töö 45. Peroksidaasi aktiivsuse määramine taimses materjalis, kasutades A.N. Boyarkini meetodit

Süsivesikute ainevahetus

Töö 46. Vere glükoosisisalduse määramine

Töö 47. Vere glükoosisisalduse kvantitatiivne määramine glükoosoksüdaasi meetodil

Töö 48. Piimhappe määramine veres Barkeri ja Summersoni järgi

Töö 49. Püruviinhappe sisalduse määramine veres Friedemanni ja Haugeni järgi

Lipiidide metabolism

Töö 50. Üldlipiidide sisalduse määramine vereseerumis reaktsioonil sulfofosfovaniliini reagendiga

Töö 51. β- ja pre-β-lipoproteiinide sisalduse määramine vereseerumis turbidimeetrilisel meetodil Burshteini ja Samay järgi

Töö 52. Kolesteroolisisalduse määramine vereseerumis Ilk meetodil

Töö 53. Üldfosfolipiidide sisalduse määramine vereseerumis

Töö 54. Seerumi lipiidide eraldamine õhukese kihi kromatograafia abil

Valkude ja aminohapete metabolism

Töö 55. Vereseerumi valgufraktsioonide sisalduse määramine turbidimeetrilisel meetodil

Töö 56. Katepsiini aktiivsuse määramine vereseerumis vastavalt A.A., A.I.Archakovile ja O.N

Katepsiinid

Töö 57. Aspartaadi ja alaniinaminotransferaasi aktiivsuse määramine vereseerumis Reitmani ja Frenkeli järgi

Töö 58. Histidaasi aktiivsuse määramine vereseerumis Tabori ja Mehleri ​​järgi, modifitseeritud V.A. Burobiniga

Töö 59. Vaba hüdroksüproliini sisalduse määramine uriinis Neumanni ja Logani järgi, modifitseeritud P. N. Šarajevi poolt

Lämmastikku sisaldavate mittevalguliste ainete metabolism

1. Lämmastiku metabolismi levinumate saaduste uurimine

Töö 60. Vere jääklämmastiku kvantitatiivne määramine fotokolorimeetrilisel meetodil

Töö 61. Uurea kvantitatiivne määramine vereseerumis ja uriinis

Töö 62. Kreatiini ja kreatiniini kvantitatiivne määramine Browni meetodil

2. Nukleiinhapete ja nukleotiidide vahetuse uurimine

Töö 63. Happe deoksüribonukleaasi (dnCase) aktiivsuse määramine vereseerumis vastavalt A.A., A.I. Archakovile ja O.N

Töö 64. Kusihappe määramine vereseerumis Mulleri ja Seiferti meetodil

3. Porfüriini (pigmendi) metabolismi uurimine

Töö 65. Bilirubiini ja selle fraktsioonide määramine vereseerumis Jendrasiku, Cleghorni ja Grofi järgi

Molekulaarne patoloogia

1. Aminohapete ainevahetuse patoloogia ekspressdiagnoos Töö 66. Hüperaminoatsiduuria tuvastamine

Töö 67. Ekspressmeetodid fenüülketonuuria diagnoosimiseks

Töö 68. Türosinoosi diagnoosimine Milloni türosiini testiga

Töö 69. Alkaptonuuria tuvastamine homogentishappe testiga

Töö 70. Tsüstinuuria tuvastamine jood-asiidi testiga tsüstiini ja homotsüstiini määramiseks uriinis

2. Süsivesikute ainevahetuse patoloogiate ekspressdiagnostika Töö 71. Pentosuuria tuvastamine Bial testiga

Töö 72. Fruktosuuria tuvastamine Selivanovi testiga

Töö 73. Mukopolüsahhariidide tuvastamine mukopolüsahhariidide määramiseks toluidiinsinisega

Töö 74. Porfobilinogeeni sisalduse määramine uriinis

Töö 75. Delta-aminolevuliinhappe kvantitatiivne määramine uriinis

Töö 76. Koproporfüriini sisalduse kvantitatiivne määramine uriinis Rimingtoni poolt modifitseeritud Soulsby meetodil

Ainevahetuse regulaatorid

1. Vitamiinide uurimine Töö 77. Kvalitatiivsed reaktsioonid vitamiinidele

Töö 78. Tiamiini ja riboflaviini sisalduse määramine fluorimeetrilisel meetodil multivitamiinipreparaatides

Töö 79. Askorbiinhappe kvantitatiivne määramine ravimtaimedes

2. Hormoonide, vahendajate ja nende metaboliitide uuringud

Töö 80. Kvalitatiivsed reaktsioonid valk-peptiidhormoonidele.

Töö 81. Kvalitatiivsed reaktsioonid hormoonidele - aminohapete derivaadid

Töö 82. Kvalitatiivsed reaktsioonid steroidhormoonidele ja nende metaboliitidele

Töö 83. Loomade veresuhkru taseme reguleerimine insuliini ja adrenaliiniga

Töö 84. Histamiini kvantitatiivne määramine veres diasotiseeritud n-nitroaniliiniga vastavalt N. V. Klimkina ja S. I. Plitmani järgi

Bioloogiliste vedelike uurimine

1. Biokeemilised vereanalüüsid Töö 85. Hemoglobiinisisalduse määramine veres selle valguse neeldumise järgi

Töö 86. Loote hemoglobiinisisalduse määramine inimese punastes verelibledes

Töö 87. Glükosüülitud hemoglobiini sisalduse määramine punastes verelibledes fotokolorimeetrilisel meetodil

Töö 88. Haptoglobiinide kontsentratsiooni määramine vereseerumis fotokolorimeetrilisel meetodil

Töö 89. Veltmani test Tajfeli modifikatsioonis vereseerumi valkude kolloidse stabiilsuse jaoks

Töö 90. α-amülaasi aktiivsuse määramine vereseerumis amüloklastilisel meetodil

Töö 91. Kaltsiumisisalduse määramine vereseerumis mureksiidi meetodil

Töö 92. Tümooli test Huergo ja Popperi järgi

Töö 93. Sulem-settereaktsioon

Töö 94. Rauasisalduse kvantitatiivne määramine vereseerumis

2. Uriini biokeemiline uurimine

Töö 95. Uriini füüsikalis-keemiliste omaduste uurimine

Töö 96. Ketoonkehade ja glükoosi määramine uriinis

Töö 97. Valgu määramine uriinis Brandenberg-Roberts-Stolnikovi meetodil

Töö 98. Indikaani kvalitatiivne määramine uriinis

Töö 99. Teatud pigmentide tuvastamine uriinis.

Ksenobiootikumide metabolism

Ksenobiootikumide oksüdatsiooni- ja konjugatsiooniprotsesside uurimine Töö 100. Mikrosoomide hingamistegevuse tuvastamine

Töö 101. Oksüdatiivse n-demetülatsiooni uurimine maksa mikrosoomides Nashi järgi

Töö 102. Maksa mikrosoomide hüdroksülaasi aktiivsuse määramine Kato ja Zhileti järgi

Töö 103. Meetod maksarakkude endoplasmaatilise retikulumi monooksügenaaside aktiivsuse hindamiseks amidopüriini metaboliitide vabanemise järgi uriinis vastavalt T.A. Popovile ja O.D

Töö 104. Alkoholi dehüdrogenaasi aktiivsuse määramine Shkurski et al., Bokiy, M.S. Tryufanov

Töö 105. Keha atsetüülimisvõime määramine sulfoonamiidide vabade ja atsetüülitud vormide eritamiseks uriiniga vastavalt A. M. Timofejevale, modifitseeritud A. Ponomarjovi poolt

Töö 106. Isonikotiinhappe hüdrasiidi (ginki) atsetüülimise (inaktiveerimise) tuvastamine organismis

Bioloogiliste membraanide lipiidide peroksüdatsiooni uurimine

Töö 107. Erütrotsüütide tundlikkuse määramine peroksiidhemolüüsile

Töö 108. Lipiidide peroksüdatsiooni kiiruse määramine biomembraanides

Rakendus

2. Vereplasma biokeemilised parameetrid

1. Üldised kliinilised normid

2. Spetsiaalne uriinianalüüs

Maomahl

2. Fosfaatpuhver (0,1 m, pH 5,8–8,0)

3. Tris-puhver (0,1 m, pH 7,1–9,2)

4. Atsetaatpuhver (0,2 m, pH 3,6-5,8)

5. Glütsiini puhver (0,05 m, pH 8,6-10,6)

3. Mõnede reaktiivide valmistamine

Sisukord

2. Fosfaatpuhver (0,1 m, pH 5,8–8,0)

Na2HPO4 0,2 M, ml	Na2H2PO4 0,2 M, ml

3. Tris-puhver (0,1 m, pH 7,1–9,2)

24,2 g tris-(hüdroksümetüül)aminometaani lahustatakse 1-liitrises mõõtekolvis (500 ml H20-s). Nõutava pH väärtuse saamiseks lisage tabelis näidatud 1 M HCl-i maht ja reguleerige maht destilleeritud veega 1000 ml-ni.

4. Atsetaatpuhver (0,2 m, pH 3,6-5,8)

Naatriumatsetaat 0,2 M, ml	Äädikhape 0,2 M, ml		Naatriumatsetaat 0,2 M, ml	Äädikhape 0,2 M, ml

5. Glütsiini puhver (0,05 m, pH 8,6-10,6)

Segage näidatud kogused glütsiini ja naatriumhüdroksiidi ning reguleerige maht destilleeritud veega 200 ml-ni.

	Glütsiin 0,2 M, ml	NaOH 0,2 M, ml		Glütsiin 0,2 M, ml	NaOH 0,2 M, ml

3. Mõnede reaktiivide valmistamine

Aktiveeriv lahendus. 155 mg redutseeritud glutatiooni ja 400 mg kristalset albumiini pannakse 100 ml mõõtekolbi, lahustatakse need 50 ml destilleeritud vees ja reguleeritakse pH 8,2-ni, kasutades 1 M NaOH lahust. Seejärel lisage märgini vett.

Hõbenitraadi ammoniaagilahus. 2-3% hõbedalahusele lisatakse kontsentreeritud ammoniaagilahust, kuni sade lahustub.

Atsetaatpuhverlahuse pH 3,6. Valmistamiseks segage 463 ml lahust A ja 37 ml lahust B, lahjendage mõõtekolvis veega märgini 1 liitrini. Lahus A: 11,55 ml jää-äädikhapet lahjendatakse veega 1-liitrises mõõtekolvis. Lahus B: 27,2 g naatriumatsetaati lahustatakse vees 1-liitrises kolvis.

Biureet reaktiiv (Benedicti reaktiiv). 173 g naatriumtsitraati ja 100 g naatriumkarbonaati lahustatakse veevannis 300 ml destilleeritud vees. Eraldi lahustatakse 17,3 g vasksulfaati 300 ml vees. Mõlemad lahused kurnatakse ja kogumaht viiakse 1 liitrini.

Puhverlahus. 1 liitris destilleeritud vees lahustatakse 2,76 g veronaali ja 2,06 g mediaali. Hoida külmkapis; kui tekib sete, ei sobi lahus kasutamiseks.

Söe suspensioon. 0,25 g aktiivsütt pannakse 100 ml mõõtekolbi ja lahjendatakse atsetaatpuhvriga pH 3,6. Enne kasutamist loksutage hoolikalt.

Redutseeriv reaktiiv. 1% askorbiinhappe lahus, mis on valmistatud 0,016% vasksulfaadi lahusega.

Hemoglobiin, 4% lahus atsetaatpuhvris (pH 4,0). Esmalt valmistage 8% hemoglobiini lahus 8 mol/l uurea lahuses, hoidke seda 2 tundi termostaadis 60°C juures ja lahjendage enne kasutamist 2 korda atsetaatpuhvriga.

Glütsüül-glütsiin. 0,55 mmol/l, pH – 8,3. 3,63 g glütsüülglütsiini pannakse 50 ml mõõtekolbi ja lisatakse vett kuni märgini (puhverlahus).

Denatureeriv lahus

Diasoragent bilirubiini määramiseks. Valmistage kaks lahendust. Esimene lahus: 3 g sulfaniilhapet lahustatakse 500 ml destilleeritud vees, lisatakse 15 ml kontsentreeritud vesinikkloriidhapet (kuuma vanniga), vee maht reguleeritakse 1 liitrini. Teine lahus: 0,5% naatriumnitriti vesilahus. Enne kasutamist segage 5 ml esimest lahust ja 0,25 ml teist.

Diatsetüül, töölahus. 1 ml diatsetüüli lahjendatakse destilleeritud veega 100 ml mõõtekolvis (lahust hoitakse külmkapis). Diatsetüüli töölahus valmistatakse enne kasutamist, lisades 24 ml destilleeritud vett 1 ml diatsetüüli põhilahusele.

Difenüülamiini reaktiiv. 1 g difenüülamiini lahustatakse 100 ml jää-äädikhappes. Lahusele lisatakse 2,75 ml kontsentreeritud väävelhapet.

Kalibreerimislahus. Aluseline - 0,75 mmol/l ALA (100 μg/ml) alusena: 0,00635 g ALA vesinikkloriidi lahustatakse atsetaatpuhvris pH 3,6 50 ml mõõtekolvis. Hoida külmkapis mitte rohkem kui kuu. Põhilahusest valmistatakse kalibreerimislahus, 1 µg/ml. Enne kasutamist lahjendada põhilahust atsetaatpuhvriga 100 korda.

Kalibreerimislahus. 22,5 mg dihüdroksüatsetooni lahustatakse kuumutamisel 25 ml vees. 1 ml sellist lahust sisaldab 10 µmol dioksüatsetooni. Dioksüatsetooni kalibreerimislahus valatakse seeriasse katseklaasidesse (vt töö), täidetakse vajaliku mahuni ja seejärel viiakse reaktsioon läbi samamoodi nagu ensüümi aktiivsuse määramisel.

Kalibreerimine (standard) raualahus (30 µmol/l).

Esiteks valmistatakse Mohri soolad.

Kofeiini reaktiiv. 1 g puhast kofeiini, 7,5 g naatriumbensoaati, 12,5 g naatriumatsetaati lahustatakse 90 ml destilleeritud vees, kuumutatakse temperatuurini 50-60 ˚C, segatakse, jahutatakse ja destilleeritud veega reguleeritakse 100 ml-ni.

Ammooniummolübdaat lämmastikhappes. 7,5 g ammooniummolübdaati lahustatakse 100 ml vees ja lisatakse 100 ml 32% lämmastikhapet.

Uriin alkaptonuuria jaoks. Patoloogia puudumisel lisatakse normaalsele uriinile hüdrokinooni kiirusega 20 g/l.

Uriin hüperaminoatsiduuriaga. Patoloogia puudumisel lisatakse normaalsele uriinile glütsiini kiirusega 1,0 g/l.

Uriin mukopolüsahharidoosi korral. Patoloogia puudumisel lisatakse normaalsele uriinile honsuriidi või hepariini kiirusega 0,05-0,1 g/l.

Uriin koos pentosuuriaga. Patoloogia puudumisel lisatakse uriinile ksüluloosi või riboosi koguses 1,0 g/l.

Uriin türosinoosiga. Patoloogia puudumisel lisatakse normaalsele uriinile türosiini kiirusega 0,4-0,5 g/l.

Uriin fruktosuuriaga. Patoloogia puudumisel lisatakse normaalsele uriinile fruktoosi kiirusega 0,3-0,4 g/l.

Uriin koos tsüstinuuriaga. Patoloogia puudumisel lisatakse normaalsele uriinile tsüstiini kiirusega 0,4-0,5 g/l.

Naatriumatsetaat 3 küllastunud vesilahus. 375 g naatriumatsetaadi 3-vett (või 226 g veevaba soola) lahustatakse 250 ml soojas vees, jahutatakse toatemperatuurini. Hoida toatemperatuuril. Lahus peab olema värvitu ja läbipaistev.

Diasendatud naatriumfosfaat 0,25 mol/l. Valmistamiseks lahustage 9,7 g Na 2 HPO 4 ∙12H 2 O või 18 g Na 2 HPO 4 12H 2 O vees 200 ml kolvis. Kui lisada 2 ml seda lahust 1 ml trikloroäädikhappe lahusele, peaks pH olema vahemikus 5,0-6,0.

Kreatiniini aluseline kalibreerimislahus, 10 mmol/L. 113,1 mg kreatiniini reguleeritakse 0,1 mol/l vesinikkloriidhappe lahusega 100 ml-ni. Kalibreerimisgraafiku koostamisel valmistatakse põhilahusest töölahus, lahjendades põhilahust veega 100 korda 1 ml lahust sisaldab 0,1 mmol kreatiniini. Selle põhjal saadakse sobiva kreatiini kontsentratsiooniga katseklaaside seeria.

Oksüdeeriv segu tiamiini määramiseks. 8 ml 1% kaaliumheksatsüanoferraadile (III) lisage 20 ml 30% NaOH lahust ja segage hoolikalt. Valmistage enne kasutamist.

Orcine reaktiiv. Lisage 1 g ortsiinile 500 ml 30% vesinikkloriidhapet (tihedus 1,15 g/cm3). Segage kuni lahustumiseni ja lisage 4-5 ml 10% raud(III)kloriidi FeCl3 lahust. Reaktiivi hoitakse tihedalt suletud pimedas pudelis.

p-nitroaniliini aluseline kalibreerimislahus. 0,0829 g p-nitroaniliini pannakse 100 ml mõõtekolbi, lahjendatakse veega märgini ja lahustatakse.

Sadestav lahus. Lahustage 561 g ammooniumsulfaati 1 liitris destilleeritud vees ja filtreerige 24 tunni pärast.

Põhiline fosfaatpuhverlahus ja selle töölahused nr 1-4. Lahustage 33,5 g NaOH 400 ml vees 500 ml mõõtekolvis ja lisage 226,8 g KH 2 PO 4, loksutage kuni täieliku lahustumiseni, jahutage ja lisage vett märgini. Aluselise fosfaatpuhvri töölahuste valmistamiseks mõõdetakse 100 ml mõõtekolbidesse järgmised aluselise fosfaatpuhvri mahud (ml): nr 1 – 92,51; nr 2 – 74,91; nr 3 – 59.18 ja nr 4 – 48.68, misjärel tuuakse nende sisu veega märgini.

Pikriinhape, küllastunud lahus. Kaubanduslik pikriinhape sisaldab 15-20% niiskust, ärge kuivatage hapet. Plahvatusohtlik! 2 g pikriinhapet lahustatakse kuumas vannis kuumutades 100 ml vees. Pärast seda jäetakse lahus aeg-ajalt segades 24 tunniks seisma. Seejärel lahus filtreeritakse. Lahus on stabiilne ja seda hoitakse pimedas klaasanumas.

Pürofosfaatpuhver 0,05 M pH 8,2. Viige 4,46 g naatriumpürofosfaati 200 ml mõõtekolbi, lahustage see ligikaudu 100 ml vees, reguleerige pH 0,1 M HCl lahusega 8,2-ni ja lisage destilleeritud vett märgini.

Pürofosfaatpuhver 0,1 M pH 8,5. Viige 4,46 g naatriumpürofosfaati 100 ml mõõtekolbi, lahustage see 50 ml vees, reguleerige pH 0,1 M HCl lahusega 8,5-ni ja lisage destilleeritud vesi märgini.

Töötav reaktiiv. Valmistada ette määramise päeval, segades 30 osa 0,3 N naatriumhüdroksiidi. 2 osa 0,5% fenoolftaleiini lahust ja 1 osa 0,12% vasksulfaadi lahust.

Atsetooni tsüanohüdriini lahus. Lahustage 1 ampull atsetoontsüanohüdriini (0,5 ml - 0,47 g komplektist hemoglobiini määramiseks veres) 1 liitris destilleeritud vees.

Ferriatsetooni tsüanohüdriini lahus. Lahustage 200 mg kaaliumraudsulfiidi ja 1 ampull (0,5 ml - 0,47 g) atsetoontsüanohüdriini 1 liitris destilleeritud vees: seda on võimalik kasutada reaktiivide komplektist vere hemoglobiini määramiseks transformeeriva lahuse valmistamiseks. Toatemperatuuril pimedas klaasanumas säilitamisel stabiilne mitu kuud.

Glükoksidaasi lahus. Sisaldab umbes 300 ühikut. 1 mg-s. Valmistage ette, lahustades sobiva koguse kuiva ravimit 10 ml vees.

Sulfoonitud bato-fenantroliini lahus. Katseklaasis lisatakse 100 mg batofenantroliinile 0,5 ml klorosulfoonhapet, kuumutatakse keevas veevannis 30 s, jahutatakse ja lisatakse aeglaselt 10 ml topeltdestilleeritud vett, kuumutatakse uuesti veevannis 5 minutit. Segu viiakse 200 ml kolbi, lisatakse 100 ml vett, lahuse pH reguleeritakse 4-5 N NaOH-ni ja lisatakse vett mahuni 200 ml.

Joodi lahus kaaliumjodiidis (Lugoli lahus). 20 g kaaliumjodiidi ja 10 g joodi lahustatakse 100 ml destilleeritud vees. Enne kasutamist lahjendatakse lahust 5 korda.

p-nitrosodimetüülaniliini (NDMA) lahus. Kaubanduslikult saadav NDMA preparaat kristallitakse ümber etüüleetrist. Alkoholdehüdrogenaasi mõõtmiseks lahustatakse 1 mg NDMA-d 100 ml 0,1 M pürofosfaatpuhvris (pH 8,5). Saadud lahus filtritakse läbi paberfiltri ja filtraati lahjendatakse selle puhvriga 2 korda. Hoida temperatuuril 4 °C kaks kuud.

Ilka reaktiiv. 5 osale (mahu järgi) äädikhappe anhüdriidile lisage 1 osa jää-äädikhapet, seejärel valage järk-järgult 1 osa kontsentreeritud väävelhapet. Hoidke reaktiivi külmas!

Milloni reaktiiv. (Rõhu all küpsetamine! ) 40 g elavhõbedat lahustatakse 57 ml kontsentreeritud lämmastikhappes esmalt külmas ja seejärel kuumutatakse veevannis. Saadud lahus lahjendatakse 2 mahuosa veega, lastakse settida ja nõrutatakse setetest. Hoida pimedas klaaspudelis.

Ammooniummolübdaadi reaktiiv. 2,5 g ammooniummolübdaati lahustatakse 60 ml destilleeritud vees ja filtreeritakse. Lahus lisatakse 100 ml kolbi. Teises kolvis lisatakse 25 ml destilleeritud veele 7,5 ml kontsentreeritud väävelhapet. Teine lahus valatakse esimesse, jahutatakse ja reguleeritakse destilleeritud veega märgini. Lahus sobib kuu aega.

Reaktiiv "NADI". Dimetüül-p-fenüleendiamiini 1% lahus segatakse võrdses mahus 1% α-naftooli lahusega alkoholis ja 1,5% naatriumkarbonaadi lahusega. Lahus on tumepruun ja ei tohiks olla roosaka varjundiga. Valmistuge 1 tund enne klassi.

Meie reaktiiv. Lisage 100 ml kolbi 15,4 g ammooniumatsetaati, 0,3 g jää-äädikhapet ja 0,2 g atsetüülatsetooni, lahustage destilleeritud vees ja reguleerige maht märgini.

Nessleri reaktiiv. Segage 500 ml mõõtekolvis 150 g kaaliumjodiidi, 110 g joodi, 100 ml destilleeritud vett ja umbes 140-150 g metallilist elavhõbedat ning loksutage tugevalt 15 minutit. Sel juhul lahus soojeneb spontaanselt ja lahustunud joodi põhjustatud värvus tuhmub järk-järgult. Seejärel hakatakse segu jooksva vee all jahutama, kuni jääb selgeks punane värvus, seejärel loksutatakse sisu, kuni punane värvus muutub rohekaks. Pärast dekanteerimist pestakse elavhõbeda sade põhjalikult veega. Ühendage lahus ja pesuveed, lahjendage need veega 2 liitrini. Viige 75 ml saadud lahust 0,5-liitrisesse mõõtekolbi, mis sisaldab 75 ml vett ja 350 ml 10% naatriumhüdroksiidi lahust, ning lahjendage veega märgini.

Fehlingi reaktiiv. Valmistage kaks lahust eraldi. Lahendus 1: lahustage 200 g Rochelle'i soola ja 150 g NaOH-d 1-liitrises mõõtekolvis ning lahjendage veega märgini. Lahendus 2: 1-liitrises mõõtekolvis lahustatakse 40 g vask(II)sulfaati vees ja täiendatakse veega märgini. Enne kasutamist segage neid lahuseid võrdsetes kogustes.

Folini reaktiiv. 1-liitrises kolvis lahustatakse 1 g naatriumvolfraati ja 20 g fosfomolübdeenhapet 750 ml vees. Sulgege kolb tagasijooksukorgiga ja lülitage külmkapis veevool sisse, keetke sisu 10 tundi; seejärel jahutatakse, valatakse mõõtekolbi ja reaktiivi vesilahuse maht reguleeritakse 1 liitrini.

Ehrlichi reaktiiv. 0,7 g p-dimetüülaminobensaldehüüdi lahustatakse 150 ml kontsentreeritud vesinikkloriidhappes, lisatakse 100 ml veele ja segatakse. Lahus peab olema värvitu või kergelt kollakas. Hoida tumedates klaasist anumates. Reaktiiv on stabiilne.

Ehrlichi reaktiiv. 1 g p-dimetüülaminobensaldehüüdi lahustatakse 50 ml mõõtekolvis 35 ml jää-äädikhappes, lisatakse 8 ml 57% perkloorhapet ja täiendatakse jää-äädikhappega märgini. Hoida külmkapis pimedas klaasnõus mitte rohkem kui nädal.

Tümooli alkoholilahus (10%). 10 g puhastatud tümooli lahustatakse 100 ml 96˚ etüülalkoholis. Puhastatud tümooli valmistamine toimub järgmiselt. 100 g tümooli lahustatakse 100 ml 96˚ etüülalkoholis ja filtreeritakse. Filtraadile lisada 1 liiter külma destilleeritud vett, loksutada tugevalt ja lasta seista 20 minutit. Filtrit ja filtrile jäänud kristalle pestakse kaks korda külma destilleeritud veega. Kuivatage esmalt filterpaberil, seejärel 2–3 päeva eksikaatoris veevaba kaltsiumkloriidi kohal kuni konstantse massini.

Standardlahendus. Standardlahuse valmistamiseks segatakse kaks lahust: 1) 0,0962 N baariumkloriidi lahus: 1,175 g kristalset BaCl 2 ∙2H 2 O lahustatakse mõõtekolvis 100 ml vees. 2) 0,2 N väävelhappe lahus. Järgmisena saadakse baariumsulfaadi suspensioon: 3 ml 0,0962 N baariumkloriidi lahust valatakse 100 ml mõõtekolbi ja ruumala reguleeritakse 0,2 N väävelhappe lahusega temperatuuril +10˚C ( sellel temperatuuril annavad sadestunud baariumsulfaadi osakeste suurused suhteliselt stabiilse tulemuse).

Substraadi puhverlahus: valage katseklaasi 10 ml vett ja lisage 0,028 g L-glutamüül-p-nitroaniliini ja 0,082 g naatriumkloriidi ning lahustage katseklaasi sisu segamist katkestamata 60 sekundit keevas veevannis. . Seejärel jahutatakse lahus temperatuurini 37 ˚C ja lisatakse 2,5 ml puhverlahust. Töötamise ajal hoitakse ettevalmistatud substraadilahust veevannis temperatuuril 37˚C. Kasutamata substraadilahust säilib külmkapis kuni nädal. Substraat on halvasti lahustuv ja toatemperatuuril sadestub. Seetõttu lahustatakse kristalliseerunud substraat enne kasutamist keevas veevannis kuumutamisel. Substraadi kuumutamist ja lahustamist võib korrata mitte rohkem kui kaks korda.

Substraadi lahus ALT määramiseks (lahus nr 1). 29,2 mg α-ketoglutaarhappe ja 1,78 g alaniini (0,89 g α-alaniini) proovid kaalutakse analüütilisel kaalul ja lahustatakse 1 M naatriumhüdroksiidi lahuses, kuni sade on täielikult lahustunud (pH 7,4). Lahus valatakse 100 ml kolbi ja maht reguleeritakse 0,1 M fosfaatpuhvriga (pH 7,4) märgini. Lisage 1 tilk kloroformi. Lahust hoitakse külmkapis külmutatult.

Substraadi lahus AST määramiseks (lahus nr 2). Analüütilisel kaalul kaaluti 29,2 mg α-ketoglutaarhappe ja 2,66 g α-asparagiinhappe (1,33 g α-asparagiinhappe) proove. Järgmisena valmistatakse lahus samamoodi nagu lahus nr 1.

Substraadi lahus glükoosfosfaadi isomeraasi määramiseks. Valmistage medinal-atsetaadi puhverlahus, mille pH on 7,4 (9,714 g naatriumatsetaati ja 14,714 g mediaali lahustatakse vees ja maht reguleeritakse 500 ml-ni). Segage 8,33 ml glükoos-6-fosfaadi dinaatriumsoola 0,03 M lahust 25 ml medinaatsetaatpuhvriga; lisage segule 25 ml 0,1 M vesinikkloriidhappe lahust ja lahjendage veega 100 ml-ni. Hoida külmas.

Substraadi lahus laktaatdehüdrogenaasi määramiseks. Segage 1 ml 1 M naatriumlaktaadi lahust, 9 M NaCl lahust, 0,05 M Cl 2, NAD lahust kontsentratsiooniga 10 g/l. Lisage sisule 2,5 ml 0,5 M fosfaatpuhverlahust (pH 7,4) ja 1 g/l nitrotetrasooliumsinise lahust. Enne kasutamist lisage segule 0,25 ml fenantsiini metasulfaadi lahust kontsentratsiooniga 1 g/l.

Substraadilahus fruktoosbisfosfaat-aldolaasi määramiseks. 270 mg fruktoosbisfosfaadi baariumisoola lahustatakse 3,5 ml 1 M vesinikkloriidhappe lahuses. Lisage 1 ml 14% naatriumsulfaadi lahust ja tekkinud sade eemaldatakse tsentrifuugimisega. Lisage supernatandile 1 tilk naatriumsulfaati. Hägususe ilmnemine näitab baariumiioonide ebapiisavalt täielikku sadenemist. Sel juhul lisage veel naatriumsulfaati ja tsentrifuugige uuesti. Tsentrifuug reguleeritakse 3% naatriumhüdroksiidi lahusega pH väärtuseni 7,4-7,6, viiakse 25 ml kolbi ja maht reguleeritakse märgini. Saadud lahus segatakse 25 ml 0,56 M hüdrasiinkloriidi lahuse, 25 ml 0,002 M monojodoäädikhappe lahuse, 100 ml 0,5% naatriumkarbonaadi lahuse ja 25 ml destilleeritud veega. Hoida külmkapis.

Tümool-veronaalne puhver. Segage 100 ml mõõtekolvis 80 ml puhverlahust ja 1 ml tümooli 10% alkoholilahust, loksutage ja lisage puhverlahus märgini. pH väärtus peaks olema 7,55.

o-toluidiini reaktiiv. 0,15 g tiouureat lahustatakse 94 ml jää-äädikhappes ja segatakse 6 ml destilleeritud O-toluidiiniga. Hoida pimedas pudelis.

Fenool, veega küllastunud. Lisage 100 g destilleeritud fenoolile 35 ml vett ja segage, kuumutades segu veidi, et kiirendada fenooli lahustumist.

Fenoolftaleen, töölahus. Valmistage lahustades 75 mg ainet 15 ml 0,1 N naatriumhüdroksiidi lahuses. Lahus peab olema värvitu või kergelt roosakas. Reaktiivi stabiilsuse suurendamiseks lisatakse sellele 3 mg trilooni, mis raskmetallide soolasid sidudes takistab fenoolftaleiini autooksüdeerumist õhuhapnikuga.

Fibriin. Veisevere fibriini pestakse verepigmentidest voolavas vees mitu päeva, kuni tekib valge tromb. Vesi pressitakse välja ja glütseriiniga täidetud fibriini hoitakse tihedalt suletud purgis. Enne kasutamist pestakse fibriin glütseriinist.

Fosfor-vanilliini reaktiiv. 4 osa (mahu järgi) kontsentreeritud ortofosforhapet segatakse 1 osa 0,6% vanilliini vesilahusega. Reaktiivi hoitakse pimedas klaasanumas toatemperatuuril.

Fruktoos 1,6-bisfosfaat, naatriumsool. 2,0 ml 10% fruktoos-1,6-bisfosfaadi naatriumsoola lahust lahjendatakse 25 ml kolvis veega märgini. Stabiilne külmkapis säilitamisel.

Värvireaktiiv karbamiidi jaoks. Diatsetüülmonooksiimi ja tiosemikarbasiidi sisaldav uurea testikomplekti tablett lahustatakse kuumutamise ajal 50 ml kolvis. Lahus on stabiilne kolm nädalat. Enne kasutamist segage võrdsetes kogustes valmistatud lahust ja 9,6% väävelhappe lahust.

Leeliseline β-glütserofosfaadi lahus. Lisage 100 ml mõõtekolbi 1 g naatrium-β-glütserofosfaati ja 0,85 g mediaali, lisage umbes 30 ml destilleeritud vett, lahustage ja reguleerige maht veega märgini. Teise 100 ml mõõtekolbi lisatakse 50 ml valmistatud β-glütserofosfaadi lahust, 2,8 ml 0,1 M naatriumhüdroksiidi lahust ja reguleeritakse destilleeritud veega märgini (lahuse pH 8,6). Umbes 3 ml tolueeni kantakse vedelikule. Hoidke lahust külmkapis mitte rohkem kui 10 päeva.

Fosfaat-soolalahuse pesupuhver koos Tween-20 immunohistokeemia jaoks on kontsentraat (20x), mida kasutatakse pärast lahjendamist reaktiivide objektiklaaside pesemiseks ja immunohistokeemiliste proovide lühiajaliseks säilitamiseks protseduuride vahel. Pärast lahjendamist on kasutusvalmis 0,01 M lahuse pH 7,4 ± 0,1. Selle fosfaatpuhverdatud soolalahuse kasutamine võimaldab mitte ainult tagada kvaliteetse pesemise, vaid ka säilitada kasutatavate antikehade ja nende epitoopide morfoloogilisi omadusi, mis hõlbustab immunohistokeemiliseks reaktsiooniks vajalikku spetsiifilist seondumist. Tween-20 lisamine fosfaatpuhverdatud soolalahusele soodustab tõhusamat pesemist ja hoiab ära mittespetsiifilise värvimise.

Meie eelised:

Praegu teeme koostööd juhtivate välismaiste laborireaktiivide tootjatega. Meie klientideks on nii valitsusvälised kui ka valitsusasutused, sealhulgas meditsiiniorganisatsioonid Moskvas ja teistes Venemaa linnades. Püsiklientidele on ette nähtud allahindluste süsteem.

Rakendus

Naatriumfosfaatpuhvrit kasutatakse laialdaselt, kuna see on isotooniline ja rakkudele mittetoksiline. PBS-i kasutatakse ainete lahustamiseks rakke sisaldavate konteinerite loputamiseks.

Ettevalmistus

Naatriumfosfaatpuhvri valmistamiseks on palju võimalusi. Mõned segud ei sisalda kaaliumi, teised sisaldavad kaltsiumi või magneesiumi.

1 liitri ühekordse naatriumfosfaatpuhvri valmistamiseks kasutage:

• 8,00 g NaCl
• 0,20 g KCl
• 1,44 g Na2HPO4
• 0,24 g KH 2 PO 4
• lahustatakse 800 ml destilleeritud vees
• reguleerige pH 7,4-ni vesinikkloriidhappe või naatriumhüdroksiidiga
• lisage destilleeritud vett 1 liitrini.

Kümme liitrit kümnekordset PBS-i põhilahust saab valmistada, lahustades 800 g NaCl, 20 g KCl, 144 g Na 2 HPO 4 ja 24 g KH 2 PO 4 kaheksas liitris destilleeritud vees, viies mahu kümne liitrini. Saadud lahuse pH on ligikaudu 6,8, kuid pärast 1X PBS-i lahjendamist on see 7,4. Pärast lahuse valmistamist kontrollige pH väärtust pH-meetri abil. Vajadusel saate pH-d reguleerida vesinikkloriidhappe või naatriumhüdroksiidiga.

Lihtsaim viis naatriumfosfaatpuhvri valmistamiseks on kasutada müügilolevaid tabletipreparaate. Sellised tabletid lahjendatakse destilleeritud veega etteantud mahuni ja saadakse kindla kontsentratsiooniga lahus.

Rakukultuuride puhul tuleks lahus alikvootidega jagada ja steriliseerida autoklaaviga (20 minutit temperatuuril 121 °C, vedelas režiimis). Steriliseerimine ei ole olenevalt rakendusest vajalik. Naatriumfosfaatpuhvrit on võimalik säilitada toatemperatuuril, kuid bakterite kasvu vältimiseks on soovitatav mittesteriilse puhvri pikaajaline säilitamine külmkapis. Kontsentreeritud põhilahustes olevad soolad võivad jahutamisel sadestuda, seetõttu on soovitatav kontsentreeritud lahus enne kasutamist soojendada toatemperatuurini ja oodata, kuni sade on täielikult lahustunud.

Märkmed

Vaata ka

Wikimedia sihtasutus. 2010. aasta.

PBS (fosfaatpuhverdatud soolalahus) on tavaliselt kasutatav puhver immunohistokeemiliseks värvimiseks ja seda kasutatakse tavaliselt bioloogilistes uuringutes. Lahuste osmolaarsuse ja ioonide kontsentratsioon vastab inimkeha kontsentratsioonile (isotooniline).

PBS on veepõhine lahus, mis sisaldab naatriumvesinikfosfaati, naatriumkloriidi ja mõnel juhul kaaliumkloriidi ja kaaliumdivesinikfosfaati.

Immunofluorestsentsvärvimine IHC jaoks

Immunofluorestsentsvärvimine oli esimene immunohistokeemiline (IHC) värvimismeetod. Antigeeni-antikeha sidumisreaktsiooni alusel muutuvad antigeenid fluorestseeruvate värvainete abil nähtavaks, kui need on antikehadega konjugeeritud. Protsess toimub siis, kui see aktiveeritakse fluorestsentsmikroskoobi all teatud lainepikkusega ergastusvalgusega. Immunohistokeemia viitab antigeenide (nt valkude) tuvastamise protsessile koeosa rakkudes, kasutades antikehade põhimõtet, mis seonduvad spetsiifiliselt bioloogilistes kudedes antigeenidega.

Fosfaatpuhverdatud soolalahuse (PBS) kasutamine

Fosfaatpuhverdatud soolalahusel on palju kasutusvõimalusi, kuna see on enamiku rakkude jaoks isotooniline ja mittetoksiline. Seda saab kasutada ainete lahjendamiseks ja seda kasutatakse rakke sisaldavate konteinerite loputamiseks. PBS-i saab kasutada lahjendina biomolekulide kuivatamise meetodites, kuna selles olevad veemolekulid struktureeritakse ümber aine (näiteks valgu), et seda "kuivatada" ja immobiliseerida tahkele pinnale.

Ainega seonduv õhuke veekile takistab denaturatsiooni või muid konformatsioonilisi muutusi. Karbonaatpuhvreid saab kasutada samal eesmärgil, kuid väiksema efektiivsusega. PBS-i saab kasutada ka võrdlusspektri saamiseks valgu adsorptsiooni mõõtmisel ellipsomeetrias.

PBS valmistamine

PBS-i valmistamiseks on palju erinevaid viise.

Mõned segud ei sisalda kaaliumi, teised aga kaltsiumi või magneesiumi. Allolev suhteliselt lihtne puhverretsept on 10-kordse PBS-i (0,1 M) põhilahuse jaoks. Samuti on võimalik lisada Tweeni. Kogu protsess võtab aega umbes 10 minutit.

Kuidas valmistada fosfaatpuhverdatud soolalahust (PBS)

1. Kaaluge järgmist: 10,9 g veevaba kahealuselist naatriumfosfaati (Na2HPO4), 3,2 g veevaba ühealuselist naatriumfosfaati (NaH2PO4) ja 90 g naatriumkloriidi (NaCl).
2. Lahustage kõik ülaltoodud ainult 1 liitris destilleeritud vees.
3. Reguleerige pH väärtuseks 7. 4.
4. Valmistage lahus 1 liitrini.
5. (ei ole vajalik). 0,5% Tween 20 sisaldava lahuse puhul lisage 1 l lahusele 5 ml Tween 20.
6. Enne kasutamist lahjendage 10X ja vajadusel reguleerige pH-d.

• Hoida toatemperatuuril.
• Reieluuväliseid reagente saab asendada, kuid lisatud veemolekulide mahutamiseks peate iga vastava massi ümber arvutama.

Mida on vaja PBS-puhvri loomiseks?

• Ühefaasiline naatriumfosfaat (veevaba)
• Kahealuseline naatriumfosfaat (veevaba)
• Naatriumkloriid
• Kaalu- ja kaalupaadid
• Magnetsegaja ja segisti > pH-sond, kalibreeritud ja sobivad lahused pH reguleerimiseks
• 1-liitrine mõõtekolb
• Tween 20 (valikuline)

Vere võtmine, "õhukese määrdumise" ja "paksu tilga" valmistamine

Bakterite liikumine. Lipu struktuur, paksus, pikkus, keemiline koostis. Fikseeritud preparaatide ja mikroorganismide elusrakkude preparaatide valmistamine.

Puhverlahuste valmistamiseks kasutatakse keemilisi reaktiive. ja analüütiline hinne, spetsiaalselt ette valmistatud. Reaktiivid valmistatakse järgmiselt.

Kaaliumfosfaat monoasendatud, KH 2 PO 4 , molekulmass 136,09. 100 g ravimit lahustatakse keemiseni kuumutamisel 150 ml vees. Lahus filtreeritakse kuumalt. Pidevalt segades jahutatakse filtraat temperatuurini 10 ºС. Seejärel lisage 150 ml etüülalkoholi. Filtraadi pideva segamise käigus vabanenud kristallid filtritakse imilehtri abil välja ja kristallitakse uuesti samadel tingimustel; kristallid kuivatatakse konstantse massini temperatuuril 105…110 ºС. Kui on ravim, mille põhiaine sisaldus jääb vahemikku 99,9...100,0%, aine eelvalmistamist ei tehta.

Naatriumfosfaat diasendatud, Na 2 HPO 4 · 12H 2 O, molekulmass 358,12. Ravimi valmistamiseks on kaks võimalust.

a) 150 g ravimit lahustatakse 150 ml vees kuumutamisel temperatuurini 100 0 C. Lahus filtritakse kuumalt ja pärast jahutamist filtritakse välja sadestunud kristallid. Ümberkristallimist korratakse kuumutades temperatuurini 100 ºС. Ümberkristalliseeritud droogi kuumutatakse portselantopsis veevannis pidevalt segades, kuni ravim on täielikult kuivanud. Saadud soola kuivatatakse eksikaatoris sulatatud kaltsiumkloriidi kohal 24 tundi. Kontrollitakse põhiaine sisaldust ümberkristallitud preparaadis (Na 2 HPO 4 · 2H 2 O). Selleks lahustatakse umbes 0,5000 g ravimit 50 ml vees, lisatakse 2...3 ml küllastunud naatriumkloriidi lahust ja tiitritakse 0,1 N vesinikkloriidhappe lahusega metüülpunase indikaatori juuresolekul. Vajadusel kohandage valimi suurust. 1 ml täpselt 0,1 N vesinikkloriidhappe lahust vastab 0,0178 g Na 2 HPO 4 2H 2 O-le.

b) 75 g ravimit lahustatakse 250 ml vees, mis on kuumutatud temperatuurini 60 ºС. Lahus filtritakse kuumalt, filtraat jahutatakse pidevalt segades temperatuurini 10 ºС. Sadestunud kristallid filtritakse imilehtri abil välja ja kristallitakse uuesti samadel tingimustel. Saadud soola kuivatatakse esmalt temperatuuril mitte üle 30 ºС 24 tundi, seejärel jätkatakse kuivatamist ahjus 50 ºС juures 3...4 tundi ja lõpuks 120±5 ºС juures konstantse massini, vältides soola teket. sulamisest. Pärast kuivatamist on soola koostis Na 2 HPO 4.

Pärast reaktiivide valmistamist valmistage monoasendatud kaaliumfosfaadi ja kahealuselise naatriumfosfaadi alglahused.

Veevaba kaaliumfosfaadi monoasendatud KH 2 PO 4 proov massiga 9,078 g lahustatakse vees ja lahuse maht reguleeritakse 1 liitrini. Lahuse stabiliseerimiseks lisada 3...4 tilka tolueeni.

Naatriumfosfaadiga diasendatud Na2HPO4·12H2O proov massiga 11,876 g lahustatakse vees ja lahuse maht reguleeritakse 1 liitrini. Lahuse stabiliseerimiseks lisada 3...4 tilka tolueeni.

Alglahustest valmistatakse fosfaatpuhverlahused, mille pH on vahemikus 4,94 kuni 9,18, vastavalt tabelile A.2.

Tabel A.2 – Fosfaatpuhverlahus pH-ga 4,94...9,18

pH	lahus Na 2 HPO 4 12H 2 O, ml	KH 2 PO 4 lahus, ml
4,94	1,0	99,0
5,29	2,5	97,5
5,59	5,0	95,0
5,91	10,0	90,0
6,24	20,0	80,0
6,47	30,0	70,0
6,64	40,0	60,0
6,81	50,0	50,0
6,98	60,0	40,0
7,17	70,0	30,0
7,38	80,0	20,0
7,73	90,0	10,0
8,04	95,0	5,0
8,34	97,5	2,5
8,67	99,0	1,0
9,18	100,0	0,0

Lisamise kuupäev: 2015-08-06 | Vaatamisi: 4058 |